Главная \ Наука \ Научные издания КФУ \ Ученые записки Казанского университета \ Ученые записки Казанского университета. Серия Естественные науки \ Архив

Некоторые характеристики микробного сообщества пластовых флюидов Ромашкинского месторождения

Л.Р. Бикташева, С.Ю. Селивановская, Р.А. Мухтарова, Х. Абдалджалил, П.Ю. Галицкая

Казанский (Приволжский) федеральный университет, г. Казань, 420008, Россия

ОРИГИНАЛЬНАЯ СТАТЬЯ

Полный текст PDF

DOI: 10.26907/2542-064X.2022.2.263-278

Для цитирования: Бикташева Л.Р., Селивановская С.Ю., Мухтарова Р.А., Абдалджалил Х., Галицкая П.Ю. Некоторые характеристики микробного сообщества пластовых флюидов Ромашкинского месторождения // Учен. зап. Казан. ун-та. Сер. Естеств. науки. – 2022. – Т. 164, кн. 2. – С. 263–278. – doi: 10.26907/2542-064X.2022.2.263-278.

For citation: Biktasheva L.R., Selivanovskaya S.Y., Mukhtarova R.A., Abdaljialil H., Galitskaya P.Y. Some characteristics of the microbial community of reservoir fluids of the Romashkinskoe field. Uchenye Zapiski Kazanskogo Universiteta. Seriya Estestvennye Nauki, 2022, vol. 164, no. 2, pp. 263–278. doi: 10.26907/2542-064X.2022.2.263-278. (In Russian)

Аннотация

Пластовые флюиды нефтяных резервуаров содержат микроорганизмы, перечень и обилие которых может характеризовать их состояние. Однако зачастую их количество бывает низким, что не позволяет провести анализ. В этом случае используют метод обогащения культуры. В настоящей работе с использованием методов молекулярной биологии проведен сравнительный анализ некоторых характеристик сообществ микроорганизмов образца исходного пластового флюида (образец 2313А) и образца после его обогащения (образец 2313Б).

На основе данных метагеномного анализа было установлено, что в образце 2313А доминировали представители аэробных бактерий родов Pseudomonas (порядок Pseudomonadales) (47.5%) и Rhodococcus (порядок Actinomycetales) (45%). Помимо аэробных микроорганизмов в сообществе обнаружены и представители порядков Halanaerobiales (1.4%) и Desulfovibrionales (0.03%), в состав которых входят анаэробные организмы. В образце 2313Б преобладали бактерии типа Actinobacteria (99.9%) в качестве доминирующей ОТЕ определена бактерия Rhodococcus fascians (порядок Actinomycetales). С использованием количественной ПЦР в реальном времени показано, что процесс обогащения приводит к снижению относительного обилия копий генов rhlB и rhlAB, кодирующих ферменты продукции биосурфактантов в 1063 и 244 раза. Меньший эффект культивирование оказало на обилие копий генов dsrA, apsA, включенных в процесс сульфатредукции. Совокупность полученных результатов свидетельствует о том, что при использовании метода обогащения формируется сообщество, существенно отличающееся от исходных микробных сообществ пластовых флюидов нефтяных резервуаров.

Ключевые слова: пластовый флюид, бактериальное сообщество, сульфатредукция, биосурфактанты

Благодарности. Работа выполнена при поддержке Министерства науки и высшего образования Российской Федерации по соглашению № 075-15-2020-931 в рамках программы развития НЦМУ «Рациональное освоение запасов жидких углеводородов планеты».

Литература

Vigneron A., Alsop E.B., Lomans B.P., Kyrpides N.C., Head I.M., Tsesmetzis N. Succession in the petroleum reservoir microbiome through an oil field production lifecycle // ISME J. – 2017. – V. 11, No 9. – P. 2141–2154. – doi: 10.1038/ismej.2017.78.
Sierra-Garcia I.N., Belgini D.R.B., Torres-Ballesteros A., Paez-Espino D., Capilla R., Santos Neto E.V., Gray N., de Oliveira V.M. In depth metagenomic analysis in contrasting oil wells reveals syntrophic bacterial and archaeal associations for oil biodegradation in petroleum reservoirs // Sci. Total Environ. – 2020. – V. 715. – Art. 136646, P. 1–14. – doi: 10.1016/j.scitotenv.2020.136646.
Korenblum E., Souza D.B., Penna M., Seldin L. Molecular analysis of the bacterial communities in crude oil samples from two Brazilian offshore petroleum platforms // Int. J. Microbiol. – 2012. – V. 2012. – Art. 156537, P. 1–8. – doi: 10.1155/2012/156537.
Pannekens M., Kroll L., Müller H., Mbow F.T., Meckenstock R.U. Oil reservoirs, an exceptional habitat for microorganisms // New Biotechnol. – 2019. – V. 49. – P. 1–9. – doi: 10.1016/j.nbt.2018.11.006.
Wang M., Deng B., Fu X., Sun H., Xu Z. Characterizations of microbial diversity and machine oil degrading microbes in machine oil contaminated soil // Environ. Pollut. – 2019. – V. 255, Pt. 1. – Art. 113190, P. 1–10. – doi: 10.1016/j.envpol.2019.113190.
Li J., Feng M., Yu X. Rapid detection of mcyG gene of microcystins producing cyanobacteria in water samples by recombinase polymerase amplification combined with lateral flow strips // J. Water Health. – 2021. – V. 19, No 6. – P. 907–917. – doi: 10.2166/wh.2021.091.
Blazejak A., Schippers A. Real-time PCR quantification and diversity analysis of the functional genes aprA and dsrA of sulfate-reducing prokaryotes in marine sediments of the Peru continental margin and the Black Sea // Front. Microbiol. – 2011. – V. 2. – Art. 253, P. 1–11. – doi: 10.3389/fmicb.2011.00253.
Gittel A., Sørensen K.B., Skovhus T.L., Ingvorsen K., Schramm A. Prokaryotic community structure and sulfate reducer activity in water from high-temperature oil reservoirs with and without nitrate treatment // Appl. Environ. Microbiol. – 2009. – V. 75, No 22. – P. 7086–7096. – doi: 10.1128/AEM.01123-09.
Fritz G., Büchert T., Huber H., Stetter K.O., Kroneck P.M.H. Adenylylsulfate reductases from archaea and bacteria are 1:1 alphabeta-heterodimeric iron-sulfur flavoenzymes – high similarity of molecular properties emphasizes their central role in sulfur metabolism // FEBS Lett. – 2000. – V. 473, No 1. – P. 63–66. – doi: 10.1016/s0014-5793(00)01500-3.
Klein M., Friedrich M., Roger A.J., Hugenholtz P., Fishbain S., Abicht H., Blackall L.L., Stahl D.A., Wagner M. Multiple lateral transfers of dissimilatory sulfite reductase genes between major lineages of sulfate-reducing prokaryotes // J. Bacteriol. – 2001. – V. 183, No 20. – P. 6028–6035. – doi: 10.1128/JB.183.20.6028-6035.2001.
Wagner M., Roger A.J., Flax J.L., Brusseau G.A., Stahl D.A. Phylogeny of dissimilatory sulfite reductases supports an early origin of sulfate respiration // J. Bacteriol. – 1998. – V. 180, No 11. – P. 2975–2982. – doi: 10.1128/JB.180.11.2975-2982.1998.
Zverlov V., Klein M., Lücker S., Friedrich M.W., Kellermann J., Stahl D.A., Loy A., Wagner M. Lateral gene transfer of dissimilatory (bi)sulfite reductase revisited // J. Bacteriol. – 2005. – V. 187, No 6. – P. 2203–2208. – doi: 10.1128/JB.187.6.2203-2208.2005.
Dulcey C.E., López de los Santos Y., Létourneau M., Déziel E., Doucet N. Semi-rational evolution of the 3-(3-hydroxyalkanoyloxy)alkanoate (HAA) synthase RhlA to improve rhamnolipid production in Pseudomonas aeruginosa and Burkholderia glumae // FEBS J. – 2019. – V. 286, No 20. – P. 4036–4059. – doi: 10.1111/febs.14954.
Twigg M.S., Tripathi L., Zompra A., Salek K., Irorere V.U., Gutierrez T., Spyroulias G.A., Marchant R., Banat I.M. Identification and characterisation of short chain rhamnolipid production in a previously uninvestigated, non-pathogenic marine pseudomonad // Appl. Microbiol. Biotechnol. – 2018. – V. 102, No 19. – P. 8537–8549. – doi: 10.1007/s00253-018-9202-3.
Ferrari B.C., Binnerup S.J., Gillings M. Microcolony cultivation on a soil substrate membrane system selects for previously uncultured soil bacteria // Appl. Environ. Microbiol. – 2005. – V. 71, No 12. – P. 8714–8720. – doi: 10.1128/AEM.71.12.8714-8720.2005.
Dellagnezze B.M., Vasconcellos S.P., Angelim A.L., Melo V.M.M., Santisi S., Cappello S., Oliveira V.M. Bioaugmentation strategy employing a microbial consortium immobilized in chitosan beads for oil degradation in mesocosm scale // Mar. Pollut. Bull. – 2016. – V. 107, No 1. – P. 107–117. – doi: 10.1016/j.marpolbul.2016.04.011.
von der Weid I., Korenblum E., Jurelevicius D., Rosado A.S., Dino R., Sebastian G.V., Seldin L. Molecular diversity of bacterial communities from subseafloor rock samples in a deep-water production basin in Brazil // J. Microbiol. Biotechnol. – 2008. – V. 18, No 1. – P. 5–14.
Voget S., Leggewie C., Uesbeck A., Raasch C., Jaeger K.-E., Streit W.R. Prospecting for novel biocatalysts in a soil metagenome // Appl. Environ. Microbiol. – 2003. – V. 69, No 10. – P. 6235–6242. – doi: 10.1128/AEM.69.10.6235-6242.2003.
Muyzer G., de Waal E., Uitterlinden A.G. Profiling of complex microbial populations by denaturing gradient gel electrophoresis analysis of polymerase chain // Appl. Environ. Microbiol. – 1993. – V. 59, No 3. – P. 695–700. – doi: 10.1128/aem.59.3.695-700.1993.
Shahsavari E., Aburto-Medina A., Taha M., Ball A.S. A quantitative PCR approach for quantification of functional genes involved in the degradation of polycyclic aromatic hydrocarbons in contaminated soils // MethodsX. – 2016. – V. 3. – P. 205–211. – doi: 10.1016/j.mex.2016.02.005.
Xu K., Tang Y., Ren C., Zhao K., Sun Y. Diversity and abundance of n-alkane-degrading bacteria in the near-surface soils of a Chinese onshore oil and gas field // Biogeosciences. – 2013. – V. 10. – P. 2041–2048. – doi:10.5194/bg-10-2041-2013.
Fukuhara Y., Horii S., Matsuno T., Matsumiya Y., Mukai M., Kubo M. Distribution of hydrocarbon-degrading bacteria in the soil environment and their contribution to bioremediation // Appl. Biochem. Biotechnol. – 2013. – V. 170, No 2. – P. 329–339. – doi: 10.1007/s12010-013-0170-x.
Muyzer G., de Waal E.C., Uitterlinden A.G. Profiling of complex microbial populations by denaturing gradient gel electrophoresis analysis of polymerase chain reaction-amplified genes coding for 16S rRNA // Appl. Environ. Microbiol. – 1993. – V. 59, No 3. – P. 695–700. – doi: 10.1128/aem.59.3.695-700.1993.
Ben-Dov E., Brenner A., Kushmaro A. Quantification of sulfate-reducing bacteria in industrial wastewater, by real-time polymerase chain reaction (PCR) Using dsrA and apsA genes // Microb. Ecol. – 2007. – V. 54, No 3. – P. 439–451. – doi: 10.1007/s00248-007-9233-2.
Karunakaran E., Vernon D., Biggs C.A., Saul A., Crawford D., Jensen H. Enumeration of sulphate-reducing bacteria for assessing potential for hydrogen sulphide production in urban drainage systems // Water Sci. Technol. – 2016. – V. 73, No 12. – P. 3087–3094. – doi: 10.2166/wst.2016.026.
Bodour A.A., Drees K.P., Maier R.M. Distribution of biosurfactant-producing bacteria in undisturbed and contaminated arid southwestern soils // Appl. Environ. Microbiol. – 2003. – V. 69, No 6. – P. 3280–3287. – doi: 10.1128/AEM.69.6.3280-3287.2003.
Medina G., Juárez K., Valderrama B., Soberón-Chávez G. Mechanism of Pseudomonas aeruginosa RhlR transcriptional regulation of the rhlAB promoter // J. Bacteriol. – 2003. – V. 185, No 20. – P. 5976–5983. – doi: 10.1128/JB.185.20.5976-5983.2003.
Medina G., Juárez K., Díaz R., Soberón-Chávez G. Transcriptional regulation of Pseudomonas aeruginosa rhlR, encoding a quorum-sensing regulatory protein // Microbiology. – 2003. – V. 149, No 11. – P. 3073–3081. – doi: 10.1099/mic.0.26282-0.
Agrawal A., Lal B. Rapid detection and quantification of bisulfite reductase genes in oil field samples using real-time PCR // FEMS Microbiol. Ecol. – 2009. – V. 69, No 2. – P. 301–312. – doi: 10.1111/j.1574-6941.2009.00714.x.
Wang L.-Y., Ke W.-J., Sun X.-B., Liu J.-F., Gu J.-D., Mu B.-Z. Comparison of bacterial community in aqueous and oil phases of water-flooded petroleum reservoirs using pyrosequencing and clone library approaches // Appl. Microbiol. Biotechnol. – 2014. – V. 98, No 9. – P. 4209–4221. – doi: 10.1007/s00253-013-5472-y.
Maes T., Vereecke D., Ritsema T., Cornelis K., Thu H.N.T., Van Montagu M., Holsters M., Goethals K. The att locus of Rhodococcus fascians strain D188 is essential for full virulence on tobacco through the production of an autoregulatory compound // Mol. Microbiol. – 2001. – V. 42, No 1. – P. 13–28. – doi: 10.1046/j.1365-2958.2001.02615.x.
Muscatello G., Anderson G.A., Gilkerson J.R., Browning G.F. Associations between the ecology of virulent Rhodococcus equi and the epidemiology of R. equi pneumonia on Australian thoroughbred farms // Appl. Environ. Microbiol. – 2006. – V. 72, No 9. – P. 6152–6160. – doi: 10.1128/AEM.00495-06.
Fanget N.V.J., Foley S. Starvation/stationary-phase survival of Rhodococcus erythropolis SQ1: A physiological and genetic analysis // Arch. Microbiol. – 2011. – V. 193, No 1. – P. 1–13. – doi: 10.1007/s00203-010-0638-9.

Поступила в редакцию

23.12.2021

Бикташева Лилия Рамилевна, кандидат биологических наук, младший научный сотрудник Учебно-научной лаборатории «Центр агро- и экобиотехнологий» Института экологии и природопользования

Казанский (Приволжский) федеральный университет